Podcasts about zentromer

Willkommen in der Welt der Biologie! Mein Name ist Alia Korth und heute geht es um Mitose. Als Mitose bezeichnet man den Vorgang der Zellteilung bei Zellen, die einen Zellkern besitzen. Aus einer Mutterzelle werden also zwei Tochterzellen. Man teilt die Mitose in die folgenden 5 Phasen ein: In der Interphase werden die Chromosomen, also die DNS, verdoppelt. Während der Prophase ziehen sich die Chromatidfäden zusammen, es entstehen Paare, die von einem sich bildenden Zentromer zusammen gehalten werden. Anschließend wandern die Zentriolen zu den Polen, also den gegenüberliegenden Seiten des Zellkerns. Nun löst sich die Wand des Zellkerns auf. Im Anschluss daran kommt die Metaphase, in welcher sich die Chromosomen an der Äquatorialebene, der Mitte des Zellkerns, ausrichten. Es bilden sich Spindelfasern, welche zu den Zentromeren wandern. In dem Moment, in dem die Chromatiden der Chromosome auseinander gezogen werden, beginnt die Anaphase. Darauf folgend, in der Telophase, bildet sich die Zellwand des Zellkerns wieder, die Zentriolen bauen sich ab und die Äquatorialebene zieht sich zusammen. Es entstehen zwei Tochterzellen. Die eigentliche Mitose ist nun abgeschlossen, nun wachsen die Tochterzellen. Dies nennt man Zytokinese. Für die Phasen der Mitose gibt es verschiedene Merksprüche. Ich finde den Spruch “Ich pauke Mitose alle Tage.” am einfachsten, die Anfangsbuchstaben der Worte sind die Anfangsbuchstaben der einzelnen Phasen. Wenn euch die vielen Fachbegriffe, die wir in dieser Folge nicht alle ausführlich erklären konnten, teilweise noch nicht klar sind, dann schaut doch einfach in unserem Glossar auf www.in2minuten.com nach. Dort haben wir alle unklaren Begriffe noch mal kurz erklärt. Wenn ihr noch Fragen oder Anregungen habt, dann schreibt mir einfach eine E-Mail an biologie@in2minuten.com. Weitere “in 2 Minuten” Podcasts findet ihr auch im Internet unter www.in2minuten.com. Vielen Dank für’s Zuhören und bis zum nächsten Mal!

Akkurate Verteilung der Chromosomen während der Zellteilung ist eine fundamentale Voraussetzung für den Erhalt der genetischen Information eines Organismus. Durch Fehler innerhalb dieses Prozesses resultieren Aneuploidien, die wiederum zur Entstehung von Krebs oder Trisomien (z.B. Down-Syndrom) führen können. Es überrascht daher nicht, dass die Chromosomensegregation einen der am höchsten regulierten Vorgänge innerhalb des eukaryotischen Zellzyklus darstellt. Die Schwesterchromatide eines jeden Chromosoms werden in S-Phase synthetisiert und gleichzeitig von einem sie ringförmig umschließenden Multi-Proteinkomplex, Kohäsin genannt, miteinander verpaart. Ihre Trennung in der nachfolgenden Kernteilungsphase (Mitose) erfolgt bei Vertebraten in zwei Stufen. Während Kohäsin von den Chromosomenarmen bei Phosphorylierung in Prophase dissoziiert, wird zentromerisches Kohäsin von der später aktiv werdenden Separase proteolytisch gespalten, wodurch die Anaphase ausgelöst wird. Shugoshine (SGOs) schützen die Schwesterchromatidkohäsion im Bereich der Zentromeren, indem sie durch Rekrutierung von Protein-Phosphatase 2A (PP2A) der Phosphorylierung von Kohäsin entgegenwirken. In Säugern schützt Sgo1 mitotisches Kohäsin in der Prophase, während Sgo2 meiotisches Kohäsin vor der phosphorylierungsabhängigen Spaltung durch Separase während der ersten Reifeteilung bewahrt. Sowohl Mitose als auch Meiose werden maßgeblich durch den Spindle Assembly Checkpoint (SAC) reguliert. Dieser lässt Anaphase grundsätzlich erst dann zu, wenn alle Chromosomen über ihre Kinetochore mit Mikrotubuli des Spindelapparates in einer Weise wechselwirken, dass Zugspannung entsteht. Solange dies nicht der Fall ist, katalysiert ein kinetochorständiger Mad1-Mad2-Komplex die konformationelle Umwandlung von löslichem Mad2 hin zu einer Form, in der es über Bindung an Cdc20 die Aktivierung von Separase und den Austritt aus der Mitose blockiert. In der vorliegenden Arbeit wird durch funktionelle Charakterisierungen in Krebszelllinien gezeigt, dass Sgo2 keine essentielle mitotische Funktion ausübt. Ein bislang in der Literatur bestehender Widerspruch wird hierdurch geklärt. Die RNAi-vermittelte Depletion von Sgo2 führt zwar zu einem Verlust des Mikrotubuli-depolymerisierenden Kinesins MCAK von den Zentromeren, entsprechende HeLa-Zellen zeigen bei fehlender Zugspannung aber weiterhin einen mitotischen Arrest, der von Aurora B abhängig ist. Die Funktion dieser mitotischen Kinase innerhalb des SAC beruht demzufolge nicht auf der Erzeugung freier Kinetochore durch die Rekrutierung von MCAK sondern auf einem alternativen Signalweg. Weiterhin wird eine unerwartete, direkte Bindung von humanem Sgo2 an Mad2 beschrieben. Biochemische Experimente machen deutlich, dass Sgo2 genauso mit Mad2 interagiert, wie dies Mad1 und Cdc20 tun. Gleichzeitig wird gezeigt, dass die Wechselwirkung zwischen Sgo2 und Mad2 konserviert ist und in Organismen, denen ein zweites Shugoshin fehlt, von Sgo1 übernommen wird. Diese Daten stellen ein zentrales Dogma in Frage, das für den SAC beschrieben wurde und das für das aktive Checkpoint-Signal von einer „Quelle“ (kinetochorständiges Mad1-Mad2) und einem „Zielprotein“ (Cdc20) ausgeht. Die Mad2-Bindung ist für die Fokussierung von Sgo2 am inneren Zentromer erforderlich. In Abwesenheit von Mad2 oder bei mutierter Mad2-Bindestelle verlagert sich Sgo2 an Randbereiche des Zentromers. Aufgrund dieser Daten sowie publizierter Studien über die Funktion von Sgo2 in Meiose wird postuliert, dass der Sgo2-Mad2-Wechselwirkung eine Funktion in der Monoorientierung von Schwesterkinetochoren während der ersten Reifeteilung zukommt.

Thu, 19 Jun 2008 12:00:00 +0100 https://edoc.ub.uni-muenchen.de/8778/ https://edoc.ub.uni-muenchen.de/8778/1/Schwarz_Tobias.pdf Schwarz, Tobias ddc:600, ddc:610, Medizinische Fakultä

Für die stabile, regulierte Expression eines therapeutischen Gens in Zielzellen stellen künstliche menschliche Chromosomen (HACs) derzeit das einzige Konzept dar, das hohe Sicherheit und technische Realisierbarkeit bietet. Künstliche Chromosomen (HACs) mit dem CFTR-Gen sollen sich durch den Transfer definierter HAC-Konstrukte effizient formieren, ohne dabei die Zielzellen zu stören. Im Augenblick werden künstliche Chromosomen zur Klärung vieler grundlegender Fragen auf dem Gebiet der Chromosomenstruktur und -funktion sowie der Genregulation konstruiert. In der vorliegenden Arbeit sollte die zugrundeliegende de novo HAC-Technologie der Arbeitsgruppe, die sich auf die Konstruktion und den intakten Transfer von PACs mit den funktionellen Komponenten menschlicher Chromosomen (zentromerische, telomerische und genomische Sequenzen mit oris und Gene) konzentriert, weiterentwickelt werden. Die Verwendung von PACs als Kloniervektoren erlaubt die stabile Klonierung langer, genomischer DNA, die biochemische Verknüpfung über lox/Cre vermittelte Rekombination, sowie die Darstellung grosser Mengen intakter, supercoiled PAC DNA durch Anwendung einer in der Arbeitsgruppe entwickelten Technik (Reinigung der supercoiled DNA Fraktion in Agaroseplugs von gebrochener und genickter DNA im elektrischen Feld). Eine Verbesserung der Vektoren ist nötig, da die Effizienz der HAC Formierung bisheriger Vektoren für eine klinische Anwendung nicht ausreicht. Dafür wurden zunächst Marker benötigt, die Anzeigen können wieviele Zellen mit wievielen Vektormolekülen transfiziert wurden und wieviele der physikalisch erfolgreich transfizierten Zellen stabile HACs bilden (genetische Funktion). Im Rahmen dieser Arbeit wurden Expressionsmarker entwickelt, die eine Formierung stabiler HAC-Linien durch grüne Fluoreszenz anzeigen können. So wurde ein tetratelomerischer PAC-Vektor „pTT“ konstruiert, der stabil eine EGFP-Kassette exprimiert, ein funktionelles Zentromer trägt (TTE1), und für die Klonierung weiterer genomischer Komponenten eine weiss/blau selektionierbare Sal I Stelle enthält. Ausserdem wurde ein CFTR-Gen-basierender „genomischer“ Marker (159 kb) vorgestellt, der den intakten Transfer langer, genomischer DNA und die Expression vom CFTR Promoter anzeigen kann. Besonders hervorzuhebende Ergebnisse aus der Arbeit sind: 1) Kopiezahlabhängigkeit bei der transienten Expression. Einzelne Markergen-Kopien genügen nicht, um Anwesenheit der transfizierten DNA mittels transienter Expression nachzuweisen. 2) Sichtbar transient exprimierende HAC Konstrukte (große Zahl) führen nicht zu stabilen Linien, was nahelegt, dass ein „low copy“ HAC Transfer benötigt wird. Für eine Optimierung und besseres „low copy“ HAC-Monitoring wurden multimere Marker (EGFP Array) und DNA-tags (Gal4-BD, Lac-Operator) entwickelt und stehen nun für einen Einsatz bereit. 3) Für den „low copy“ Transfer wurden neben Lipofektionsassays und der Mikroinjektion insbesondere eine neue Methode, die Baktofektion, eingesetzt, bei der die DNA nicht aus Bakterien isoliert werden muss: Modifizierte Transferbakterien dringen in die Zelle ein und geben die DNA-Konstrukte nach Autolyse frei („suicidal transfer“). Dabei wurde ein funktioneller Transfer genomischer DNA nachgewiesen. Es konnte zum einen gezeigt werden, dass Zentromer tragende Konstrukte effizient de novo HACs bildeten, und zum anderen, dass das lange genomische CFTR Expressionskonstrukt CGT21 stabil vom CFTR Promoter exprimiert wird. Damit steht nun die Baktofektion als effizienteste Methode zur HAC Optimierung zur Verfügung. 4) Durch Auszählung der stabilen Klone, Isolierung von Stichproben klonaler Linien und einem HAC-Formierungsassay mittels FISH Analyse, wurden folgende grundlegende Beobachtungen gemacht: Die Rate der Formierung stabiler Klone mit HAC Konstrukten hängt nicht von a) der Zahl der im einzelnen Konstrukt vorhandenen, oder cotransfizierten Zahl der BS Marker, b) nicht von der Orientierung der alpha-sat DNA relativ zum BS-Gen oder dem entgegengesetzt gerichteten EGFP-Gen, und c) nicht absolut von der Verwendung unterschiedlicher alpha-sat Sequenzen der zwei homogenen Array Typen auf Chr.5 ab, wobei der Vektor pTT mit dem Zentromer E1 die besten Ergebnisse der HAC Bildung erzielte und die höchsten Klonzahlen in Cotransfektionen mit einem telomerisierten Genkonstrukt erhalten wurden, nicht aber in Cotransfektionen mit dem Telomervektor ohne einklonierte genomische DNA. Diese Erkenntnisse haben direkte Relevanz für die Weiterentwicklung CFTR exprimierender HAC Vektoren. Mit den Konstrukten pTTE1 und CGT21, und den zukünftig erweiterten Konstrukten mit multimeren Markern bzw. Tags und einem kompletten CFTR Gen, kann nun auch der physikalische Transfer der HAC Konstrukte in Zielzellen, sowie deren Funktion effizient untersucht werden. Damit konnten wichtige Voraussetzungen für die Weiterentwicklung einer stabilen CFTR Gentherapie geschaffen werden.

Die Entstehung struktureller Chromosomenaberrationen in somatischen Zellen ist von besonderem biologischem Interesse, da Aberrationen mit Tumorgenese in Verbindung gebracht werden. Wie wir heute wissen, sind strukturelle Chromosomenaberrationen die Folge fehlerhafter Doppelstrangbruch (DSB)-Reparatur, wobei im einfachsten Fall die Enden von zwei (oder mehr) Bruchstellen durch so genannte nichthomologe Endverknüpfung in falscher Kombination verknüpft werden. Bis heute ist jedoch unklar, inwieweit die Kernarchitektur - das heißt die Positionierung der Chromosomen im Zellkern - die Wahrscheinlichkeit einer Aberrationsentstehung beeinflusst. Um Hinweise über den Einfluss der Kernarchitektur auf die Entstehung von Austausch-aberrationen zu gewinnen, bietet es sich an, Untersuchungen in einem Modellorganismus mit vergleichbar geringer Komplexität durchzuführen. Die Hefe Saccharomyces cerevisiae ist dazu sehr geeignet, da die Kernarchitektur in diesem Organismus recht gut charakterisiert ist. Die Interphasechromosomen der Hefe nehmen eine Rabl-ähnliche Konfiguration ein, bei der alle Zentromere in der Nähe der Zellkernperipherie in einer Rosettenstruktur als cluster angeordnet sind, und die in mehreren clustern vorliegenden Telomere präferentiell am gegenüberliegenden Pol an der Kernmembran verankert sind. Die Wahrscheinlichkeit interchromosomaler Interaktionen sollte daher im Bereich der Zentromere und Telomere am höchsten sein. In der vorliegenden Arbeit wurde der Einfluss der Zellkernarchitektur auf die Aberrations-entstehung in zwei unterschiedlichen experimentellen Ansätzen in Hefe untersucht. Im ersten Ansatz wurde eine Kartierung von Translokations-Bruchpunkten durchgeführt, um anhand des Verteilungsmusters Aussagen über die Wahrscheinlichkeit der Entstehung von Austausch-aberrationen machen zu können. Dazu stand aus Vorarbeiten eine Kollektion von 16 Klonen Rekombinations-defizienter Hefestämme (rad52- bzw. rad54-Mutanten) zur Verfügung, die strahleninduzierte strukturelle Chromosomenaberrationen tragen (mit insgesamt 35 beteiligten Chromosomen). Die Chromosomen V und VIII waren bei diesen Klonen an der Ausbildung strahleninduzierter Aberrationen häufiger beteiligt, als aufgrund ihrer Länge zu erwarten war, ohne dass hierfür ein Grund ausgemacht werden konnte. Die Bruchpunkte auf den Chromosomen V und VIII, sowie ihren jeweiligen Translokationspartnern, wurden mit Hilfe zwei verschiedener Methoden kartiert, die jeweils auf den Nachweis der An- und Abwesenheit spezifischer Sequenzbereiche (Sonden) auf den aberranten chromosomalen Banden abzielten. Dabei zeigte sich, dass von den insgesamt 17 kartierten Bruchpunkten sieben Zentromer-nah (bis zu 100 kb vom Zentromer entfernt), drei Telomer-nah (bis zu 12 kb vom Telomer entfernt) und sieben in der interstitiellen Region liegen. Bruchpunkte in der interstitiellen Region zeigten sich also signifikant unterrepräsentiert, so dass hier auf einen Einfluss der Zellkernarchitektur auf die Aberrationsentstehung zu schließen ist. Im zweiten experimentellen Ansatz wurde ein Modellsystem in Hefe entwickelt, mit dem sich der Einfluss der initialen Position von DSB auf die Entstehungswahrscheinlichkeit inter-chromosomaler Fehlverknüpfung systematisch untersuchen lässt. Dazu wurde eine Serie von Hefestämmen hergestellt, in denen gleichzeitig jeweils zwei DSB enzymatisch mittels HO-Endonuklease induziert werden können. Die entsprechenden Enzymschnittstellen (HOcs) wurden dabei an verschiedenen chromosomalen Positionen eingesetzt, die aufgrund ihrer Entfernung zu Zentromer und/oder Telomer im Falle eines Kernarchitektureinflusses unterschiedliche Interaktionswahrscheinlichkeiten haben sollten. Nach DSB-Induktion sowie Reparatur wurde mittels PCR-Analyse untersucht, wie häufig es in den einzelnen Stämme im Zuge der Reparatur zu einer Fehlverknüpfung der Enden gekommen war. Dabei konnte gezeigt werden, dass die intra- und intermolekulare Verknüpfung bei der Reparatur in allen getesteten Bruchort-Konstellationen etwa gleich häufig war, d.h. es wurde kein Einfluss der Kernarchitektur auf die Aberrationsentstehung festgestellt. Dieses Ergebnis passt gut zu Befunden einer neueren Arbeit, in der gezeigt werden konnte, dass sich nach Induktion multipler DSB nur wenige RAD52-Foci im Zellkern bilden, die als Reparaturzentren/ „-fabriken“ erklärt werden. Entsprechend diesem Modell können damit auch initial weiter voneinander entfernte DSB zu Austauschaberrationen führen, da die jeweiligen Enden in den wenigen „Fabriken“ zusammentreffen können. Als Ursache für die in beiden Systemen erzielten unterschiedlichen Ergebnisse könnten also entweder die unterschiedlichen genetischen Hintergründe (Rekombinations-defizient im Vergleich zu Rekombinations-profizient) oder die unterschiedliche Struktur der Bruchenden (strahlen-induziert im Vergleich zu Endonuklease-induziert) in Betracht kommen.