Podcasts about zellkerns

In der heutigen Folge beschäftigen wir uns mit der 3 dimensionalen Organisierung des Genoms, Schauen Menschen tief in die Augen und stellen auch den Nobelpreisträger Gerhard Herzberg vor.

Gudrun unterhält sich in dieser Folge mit Lennart Hilbert, dem Leiter des Hilbert Labs am KIT. Das Labor ist Teil des Instituts für Toxikologie und Genetik (ITG), einem multidisziplinären Zentrum für biologische und chemische Forschung am KIT. Lennart Hilbert ist außerdem Juniorprofessor für Systembiologie/Bioinformatik am Zoologischen Institut des KIT. Das Thema von Lennarts Gruppe ist Computational Architectures in the Cell Nucleus. Das kann man auf zwei unterschiedliche Arten interpretieren. Einerseits untersucht Lennarts Gruppe den räumlichen Aufbau des Zellkerns mit Hilfe von Computern. Es heißt aber auch dass man aufgrund der dabei gewonnenen Erkenntnisse als Fernziel Datenverarbeitung mit Hilfe des Zellkernes als Informationsspeicher ermöglichen will. Gudrun und Lennart haben sich im Rahmen eines Treffens des KIT-Zentrums MathSEE kennengelernt, das im letzten Gespräch vorgestellt wurde. Mit der Hilfe von Super Auflösungs Mikroskopie schauen Lennart und seine Gruppe in das Innere von Zellkernen und sehen dabei dreidimensionale Bilder. Diese Bilder gleichen sie mit den Ergebnissen von den bisher standardmäßig durchgeführten Sequenzierexperimenten von Molekularbiologen ab. "Sehen" erfolgt mit empfindlichen Digitalkameras, deren Bilder geeignet gefiltert werden. Dabei ist eine einschränkende Randbedingung, dass die betrachteten Samples gegen Licht empfindlich sind, aber Licht für die visuelle Darstellung unabdingbar nötig ist - je kleiner die Details, desto mehr Licht. Man kann sich unschwer vorstellen, dass zur Bearbeitung diese Art von Fragen Informatik, Physik, Biologie und Mathematik nötig sind. Damit sich im Rahmen der Zusammenarbeit alle einbringen können, ist es hilfreich, wenn die Methoden einfach und die Ergebnisse visuell unmittelbar verständlich sind. Eine Grundannahme ist, dass die räumliche Organisation im Zellkern den Informationsflüssen aus der DNA-Sequenz entspricht. Die treibende Frage ist: Wie funktioniert Gensteuerung? Der betrachtete Regelkreis ist, dass die DNA als Bibliothek funktioniert. Aus einem Teil wird eine RNA-Kopie erstellt, sodass bestimmte Proteine hergestellt werden können. Diese Eiweiße aber steuern anschließend, welche Teile der DNA als nächstes gelesen werden (das schließt den Regelkreis). In der Systembiologie untersucht man dies bisher in Form von Differentialgleichungssystemen auf einer Metaebene. Wie das aber passiert ist aber noch relativ unklar. Die Hoffnung ist: Neues Sehen hilft hier, neues zu lernen und hierfür ist neueste Technik hilfreich. Die Molekulare Ebene ist der Teil der Biologie, wo im Moment am meisten Neues passiert. Lennart hat in Bremen Physik studiert und anschließend an der McGill University in Montréal in Physiologie promoviert. Hier hat er zum ersten Mal zwischen Theorie und Experiment in zwei Gruppen gleichzeitig gearbeitet. In Dresden am Zentrum für Systembiologie (Max Planck Institut für Molekulare Zellbiolgie und Genetik und Max Planck Institut für die Physik komplexer Systeme) konnte er als Postdoc weiterhin interdisziplinär arbeiten. Seit 2018 ist er am KIT tätig. Lennart und seine Gruppe arbeiten mit Zebrafischen, Bakterienstämmen, Zeitreihenanalyse und anderen mathematischen Modellen. Sie benötigen hoch parallele Simulationen und Machine Learning (z.B. um Mikroskopie-Daten zu entrauschen und mehr Farben gleichzeitig darzustellen). Lennart drückt es im Gespräch so aus: "Ich hab keine Disziplin mehr, ich habe nur noch Fragen." Die beiden Teile seiner Arbeit unterscheiden sich stark: Im Labor sind Gruppentreffen nötig, weil alle aufeinander angewiesen sind. Es wird viel geredet und präzise Handarbeit ist wichtig. In der theoretischen Arbeit ist man auf sich selbst angewiesen und es gibt weniger Interaktion. Any doubts #activematter is a relevant framework to understand nuclear and chromatin organization? Please look at this time-lapse. Zebrafish blastula nucleus, DNA label is Hoechst 33342, single optical section, recorded last night using @VisiTech_UK iSIM. @LennartHilbert, 16.3.2019 Literatur und weiterführende Informationen Y. Sate e.a.: Quantitative measurements of chromatin modification dynamics during zygotic genome activation, bioRxiv preprint, 2019. Lennart Hilbert: Stress-induced hypermutation as a physical property of life, a force of natural selection and its role in four thought experiments. Physical Biology 10(2):026001, 2013 Portrait of Science über Lennart Teil 1 Portrait of Science über Lennart Teil 2 A. Lampe: Hochauflösungsmikroskopie, Die kleinen Dinge, ScienceBlogs, 2017. A. Lampe: Es sind die kleinen Dinge im Leben, 33c3, 2016. Podcasts T. Hagedorn, G. Thäter: MathSEE, Gespräch im Modellansatz Podcast, Folge 205, Fakultät für Mathematik, Karlsruher Institut für Technologie (KIT), 2019. M. Gonciarz, G. Thäter: Portrait of Science, Gespräch im Modellansatz Podcast, Folge 197, Fakultät für Mathematik, Karlsruher Institut für Technologie (KIT), 2019. G. Thäter, K. Page: Embryonic Patterns, Gespräch im Modellansatz Podcast, Folge 161, Fakultät für Mathematik, Karlsruher Institut für Technologie (KIT), 2018. Omega Tau-Podcast 072: Forschung in der Zellbiologie, 2011. J. Schmoranze, I. Wessolowski: Beim Herrn der Mikroskope – AMBIO Core Facility, Sciencekompass Podcast, Episode 009 B, 2017.

Folge 032 - Mitose | Die Teilung des Zellkerns | Genetik Teil 4 Show Notes: Trag dich in meinen Newsletter ein, wenn du über neue Podcastfolgen informiert werden willst! 

Folge 032 - Mitose | Die Teilung des Zellkerns | Genetik Teil 4 Show Notes: Bitte unterstützt den Biologie Passion Podcast finanziell ➤ paypal.me/biologiepassionpdcst Hier gehts zum zugehörigen Blogartikel auf meiner Webseite. Wenn dir die Podcastfolge gefallen hat, würde mich eine kurze Bewertung auf iTunes freuen. Trag dich in meinen Newsletter ein, wenn du über neue Podcastfolgen informiert werden willst. Vielen Dank fürs Zuhören!

Im Zellkern einer jeden Zelle besteht eine gewisse Ordnung der darin vorhandenen DNA und Proteine. Diese Ordnung wird unter dem Begriff „Zellkernarchitektur“ zusammengefasst. In der vorliegenden Arbeit ging es um die nähere Betrachtung einiger Aspekte der Zellkernarchitektur. Diese Aspekte betrafen 1. die Anordnung von Genen, 2. die Anordnung von Chromatin mit Hilfe unterschiedlicher Histonmodifikationen und 3. die Anordnungen von Chromosomenabschnitten, die mit komplexen messenger RNA-Sonden hybridisiert werden. Im ersten Teil der vorliegenden Arbeit wurde mittels 3D FISH die dreidimensionale Positionierung von drei auf dem Chromosom 1 lokalisierten Genen in Zellkernen der Burkitt- Lymphom Zelllinie DG75 bestimmt. Diese Zelllinie wurde von Stefan Bohlander zur Verfügung gestellt und enthielt einen induzierbaren episomalen Vektor für das CALM-AF 10 Gen. Messungen der Genexpression, die in der Bohlander Gruppe mit Hilfe eines Affymetrix- Chips durchgeführt wurden, zeigten das die Induktion des Transgens zu genomweiten Veränderungen der Expressionsmuster hunderter Gene in dieser Zelllinie führten. Die für die 3D FISH Experimente ausgewählten Markergene zeigten nach der Induktion eine signifikant veränderte Expression. Dennoch änderte sich die radiale Positionierung dieser Gene, darunter versteht man die mehr innere oder mehr periphere Position der Gene, nicht. Dieses Ergebnis schien zuerst darauf hinzuweisen, dass die Transkriptionsstärke keine bedeutsamer Faktor im Hinblick auf die radiale Positionierung ist. Die Befunde der Affymetrix-Chip Analyse für diese Gene konnten jedoch in einer anschließende Untersuchungen der Genexpression mit Real-Time-PCR nicht bestätigt werden, obwohl der Vergleich von Affymetrix-Chip und Real- Time-PCR Daten insgesamt eine klare Korrelation zwischen den Datensätzen zeigte. Bei Diskrepanzen gehen wir davon aus, dass Real-Time-PCR die zuverlässigeren Ergebnisse liefert. Bei der hier durchgeführten Real-Time-PCR Untersuchung wurden auch die Expressionsstärken aller in einer Nachbarschaft von etwa 1 Mbp um die Markergene annotierten Gene ermittelt. Dieses Fenster wurde gewählt, weil Untersuchungen in der Arbeitsgruppe von Thomas Cremer und anderen Gruppen gezeigt haben, dass ~1 Mbp Chromatindomänen die Basisstruktur der Chromatinorganisation darstellen. Als Maß für die gesamte Genexpression einer Chromatindomäne wurde eine „Total Expression Strength“ (TES) berechnet. Dieser Wert basiert auf den Real-Time-PCR Werten der annotierten Gene und berücksichtigt auch die Länge der ungespleissten RNA, die von einem Gen transkribiert wird. Dabei zeigte sich, dass das Markergen in der Domäne mit dem höchsten TES Wert am weitesten innen im Zellkern lokalisiert ist. Dieser Befund unterstützt Befunde aus der wissenschaftlichen Literatur, dass die radiale Positionierung von individuellen Genen von Eigenschaften der lokalen Umgebung abhängt. Da sich die Nachbarschaft der untersuchten Markergene nicht nur im Hinblick auf die TES Werte sondern auch im Hinblick auf die Dichte der dort annotierten Gene und den GC-Gehalt unterscheidet, bleibt offen, welcher dieser Parameter als Prädiktor für die zu erwartende radiale Position individueller Gene eine entscheidende Rolle spielt. Möglich ist auch, dass alle Parameter zusammenwirken oder dass je nach den speziellen Umständen einer Untersuchung verschiedene Parameter die radiale Positionierung eines Gens bevorzugt beeinflussen. Die Stabilität der radialen Positionierung der Markergene trotz einer genomweiten Veränderung des Genexpressionsmusters nach CALM-AF 10 Induktion stimmt mit Befunden verschiedener Arbeitsgruppe überein, die für einen hohen Grad an räumlicher Stabilität der Chromatinanordnung während der Interphase sprechen; ~1 Mbp Chromatindomänen zeigen dementsprechend meist nur sehr begrenzte lokale Bewergungen (

Willkommen in der Welt der Biologie! Mein Name ist Alia Korth und heute geht es um Mitose. Als Mitose bezeichnet man den Vorgang der Zellteilung bei Zellen, die einen Zellkern besitzen. Aus einer Mutterzelle werden also zwei Tochterzellen. Man teilt die Mitose in die folgenden 5 Phasen ein: In der Interphase werden die Chromosomen, also die DNS, verdoppelt. Während der Prophase ziehen sich die Chromatidfäden zusammen, es entstehen Paare, die von einem sich bildenden Zentromer zusammen gehalten werden. Anschließend wandern die Zentriolen zu den Polen, also den gegenüberliegenden Seiten des Zellkerns. Nun löst sich die Wand des Zellkerns auf. Im Anschluss daran kommt die Metaphase, in welcher sich die Chromosomen an der Äquatorialebene, der Mitte des Zellkerns, ausrichten. Es bilden sich Spindelfasern, welche zu den Zentromeren wandern. In dem Moment, in dem die Chromatiden der Chromosome auseinander gezogen werden, beginnt die Anaphase. Darauf folgend, in der Telophase, bildet sich die Zellwand des Zellkerns wieder, die Zentriolen bauen sich ab und die Äquatorialebene zieht sich zusammen. Es entstehen zwei Tochterzellen. Die eigentliche Mitose ist nun abgeschlossen, nun wachsen die Tochterzellen. Dies nennt man Zytokinese. Für die Phasen der Mitose gibt es verschiedene Merksprüche. Ich finde den Spruch “Ich pauke Mitose alle Tage.” am einfachsten, die Anfangsbuchstaben der Worte sind die Anfangsbuchstaben der einzelnen Phasen. Wenn euch die vielen Fachbegriffe, die wir in dieser Folge nicht alle ausführlich erklären konnten, teilweise noch nicht klar sind, dann schaut doch einfach in unserem Glossar auf www.in2minuten.com nach. Dort haben wir alle unklaren Begriffe noch mal kurz erklärt. Wenn ihr noch Fragen oder Anregungen habt, dann schreibt mir einfach eine E-Mail an biologie@in2minuten.com. Weitere “in 2 Minuten” Podcasts findet ihr auch im Internet unter www.in2minuten.com. Vielen Dank für’s Zuhören und bis zum nächsten Mal!

Verschiedene Arbeiten der letzten Jahre konnten zeigen, dass sich in vielen, verschiedenen Zelltypen genreiches, transkriptionell aktives und früh replizierendes Chromatin bevorzugt im Inneren der Zellkerne aufhält, während das genarme, transkriptionell inaktive und spät replizierende Chromatin vorrangig an der Zellkernperipherie zu finden ist. Dennoch ist bislang noch nicht wirklich verstanden, welche der Chromatineigenschaften, wie die lokale Gendichte, die Expression oder die Replikationszeit, tatsächlich einen ausschlaggebenden Einfluss auf die räumliche Anordnung im Zellkern haben und welche dieser Eigenschaften nur aufgrund ihrer Korrelation mit diesen „dominanten“ Merkmalen eine spezifische Verteilung im Interphasekern aufweisen. Um dieses Problem zu untersuchen, stellten wir Pools aus BAC Klonen von HSA 11, 12, 18 und 19 für R-und G-Banden-spezifische Regionen, genreiche bzw. genarme Segmente sowie für hoch bzw. niedrig exprimierte Gene zusammen. Mit Hilfe der multicolor 3D-FISH Technik, Bildverarbeitung und computergestützter, quantitativer Auswertungen wurde die Lage dieser BAC Pools im Zellkern sowie ihre Anordnung bezüglich ihrer Chromosomenterritorien analysiert. Sowohl in den humanen Lymphozyten wie in den humanen Fibroblasten fanden wir den R-Banden Pool, den genreichen Pool sowie den Pool, der die hoch exprimierten Gene enthielt, weiter im Zellkerninneren als ihre jeweils korrespondierenden Pools (G-Banden, genarmer Pool, bzw. niedrig exprimierte Gene). Für jeden BAC Pool wurde mittels sorgfältiger Datenbankrecherche die mittlere lokale Gendichte, der mittlere GC Gehalt, die Replikationszeit sowie das mittlere Expressionsniveau bestimmt. Anschließend wurde eine Korrelationsanalyse dieser Parameter mit der berechneten mittleren, relativen Position der Pools im Zellkern durchgeführt. Die höchste Korrelation ergab sich für die Gendichte, während wir zeigen konnten, dass das Expressionsniveau, die Zuordnung zu einer R- oder G.Bande, sowie das Replikationstiming offensichtlich so gut wie keinen Einfluss auf die radiale Anordnung des Chromatins im Zellkern hat. Diese radiale Positionierung der verschiedenen Pools spiegelte sich auch in ihrer Anordnung bezüglich der Chromosomenterritorien wieder. Diese zeigen eine polare Anordnung in Bezug auf den Zellkern: Genreiche Segmente waren zum Mittelpunkt des Zellkerns hin orientiert, während die genarmen Segmente in der Hälfte des CTs zu finden waren, die sich in Richtung der Peripherie erstreckte. Etwas weniger deutlich ausgeprägt wurde diese Anordnung auch für die R-/G-Banden Pools sowie für die von der transkriptionellen Aktivität abhängigen Pools beobachtet. Dies spricht für eine deutliche strukturelle Transformation bei der Umwandlung der Metaphasenchromosomen zu den CTs der Interphase, die Territorien haben eine hohe Plastizität. Wir konnten bestätigen, dass die extrem genreiche und hoch transkriptionell aktive Region 11p15.5 oft weit aus ihrem CT herausragt. Ein ähnliches Verhalten konnte jedoch nicht für die ebenfalls sehr genreichen und transkriptionell aktiven Segmente des Chromosoms 12 beobachtet werden, was gegen die Annahme spricht, das dieses Phänomen des „looping outs“ ein typische Anordnung für Chromatinabschnitte mit solchen extremen Eigenschaften ist. Wir konnten ebenfalls keine Unterschiede für die Verteilung der BAC Pools der Chromosomen 12, 18 und 19 bezüglich der Oberfläche der CTs finden. R- und G-Banden, genreiche und genarme Segmente sowie hoch und niedrig exprimierte Gene scheinen gleichmäßig im gesamten Territorium verteilt zu sein. Die äußere, das CT einschließende Oberfläche scheint entgegen der Erwartung offensichtlich kein wichtiger Reaktionsort für besonders genreiche bzw. hoch exprimierte Sequenzen zu sein.

Der Aufbau des Zellkerns und die höheren Organisationsmuster von Chromosomen gehorchen Regeln, die bisher in menschlichen Zellen und Zellen einiger Primaten bestätigt werden konnten. In dieser Arbeit sollte an einem anderen Säuger, der Maus, untersucht werden, in wie weit sich die bisher gewonnenen Erkenntnisse auch auf den molekularbiologisch intensiv studierten Modellorganismus der modernen Genomforschung übertragen lassen. Besonders interessant ist die Frage, weil der Karyotyp der Maus nur akrozentrische Chromosomen enthält und viel homogener in Bezug auf Chromosomengröße und Gendichte ist, als der Karyotyp des Menschen oder verschiedener Primaten. Die letzten gemeinsamen Vorfahren von Mäusen und Menschen lebten vor über 80 Mio. Jahren, in dieser Zeitspanne fanden die zahlreichen Veränderungen am Genom der Maus statt. Die vorliegende Arbeit untersucht, ob Gemeinsamkeiten in Bezug auf die Organisation des Chromatins nachzuweisen sind und ob evolutionär konservierte Organisationsmuster zu finden sind. Die quantitative Untersuchung der Topologie von Chromosomenterritorien und Zentromerregionen erfolgte mit Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung auf Zellkernen von vier Zelltypen der Maus. Auf Kerne von Lymphozyten, Fibroblasten, ES-Zellen und Makrophagen wurden die Territorien von sechs Chromosomen mittels Chromosomen-Paint-Sonden hybridisiert. Das ausgewählte Chromosomenset enthielt genreiche, genarme, große und kleine Chromosomen in verschiedenen Kombinationen. Bilddaten wurden mit einem konfokalen Laser-Scanning-Mikroskop aufgenommen und einer digitalen quantitativen Bildanalyse unterzogen. In allen Mauszelltypen zeigten sich klare Korrelationen zwischen sowohl Gengehalt als auch Größe und radialer Verteilung von Chromosomenterritorien. Bei kugeligen Lymphozytenkernen korreliert die Gendichte stärker mit der radialen Verteilung als es die Chromosomengrößen tun. In Fibroblasten sind beide Korrelationen schwächer, aber nachweisbar, in ES-Zellen sind die Korrelationskoeffizienten wieder etwas höher und für beide Verteilungsmodelle gleich, in Makrophagen überwiegt die größenabhängige Verteilung der Chromosomenterritorien. Das genreichste Chromosom MMU 11 zeigt in den Lymphozyten die meisten Unterschiede zu anderen Chromosomenterritorien, während sich das genarme MMU X in den untersuchten männlichen ES Zellen durch seine extreme Randlage von den anderen unterscheidet. Innerhalb der Fibroblasten und Makrophagen gibt es vergleichsweise wenig signifikante Unterschiede zwischen den radialen Positionen der untersuchten Chromosomenterritorien. Zelltypspezifische Verlagerungen von Chromosomenterritorien zeigten sich auch nach einem Differenzierungsschritt von ES-Zellen zu Makrophagen. Die Lage der Chromozentren ist zelltypspezifisch. Im Gegensatz zu den untersuchten Chromosomenterritorien liegen die Chromozentren in Fibroblasten und Makrophagen in relativ zentralen Positionen. In Lymphozyten sind die Chromozentren am weitesten nach außen zum Zellkernrand gelangt, gefolgt von den ES-Zellen. Die Anzahl der Chromozentren ist ebenfalls zelltypspezifisch. Ausgehend von der Chromozentrenzahl in ES Zellen nimmt die Zahl der Chromozentren in differenzierteren Zellen zu (Lymphozyten, Fibroblasten) oder bleibt gleich (Makrophagen). Aufgrund der Ergebnisse lässt sich ausschließen, dass die äußere Form des Zellkerns alleine für die beobachteten Verteilungsunterschiede verantwortlich ist. Allerdings waren die beobachteten Unterschiede kleiner als bei vergleichbaren menschlichen Zelltypen. Mit ein Grund dafür ist sicher die geringere Variabilität der Chromosomengröße und Gendichte im Genom der Maus. Zellkernvolumina lagen zwischen 470 und 650 µm3. Lymphozyten besitzen im Durchschnitt die kleinsten Kerne der zyklierenden Zelltypen, ES-Zellen die größten. Makrophagen befanden sich in der G0-Phase, ihre Zellkerne waren am kleinsten und wiesen die geringste Standardabweichung auf. Die Analyse der Winkel und Abstände innerhalb der Chromosomenterritorien zeigte eine sehr flexible Positionierung innerhalb der Grenzen radialer Ordnungsprinzipien. Diese Resultate sind unvereinbar mit einem früher vorgeschlagenen Modell der Trennung des parentalen Genoms. Es gibt keine Hinweise für eine Abweichung von einer zufälligen Verteilung, von einer Häufung nahe beieinanderliegender MMU 1 Homologen in Makrophagen abgesehen. Zur Untersuchung der Struktur von Chromosomenterritorien wurden Programme angewandt, bei denen steigende Schwellwerte zu Zerfällen von Objekten führten, die analysiert wurden. Zwei unabgängige Methoden zur Berechnung von Objektzahlen in Bildstapeln führten zu gleichen Ergebnissen. Mit dem Programm OC-2 konnten Unterschiede in der Textur von Chromosomenterritorien bei der Maus innerhalb eines Zelltyps, als auch zwischen Zelltypen festgestellt werden. Dabei wurden die individuellen Chromosomengrößen mit berücksichtigt. Es konnte kein allgemeiner Zusammenhang zwischen den durchschnittlichen maximalen Objektzahlen und dem Gengehalt der entsprechenden Chromosomen festgestellt werden, vielmehr scheint die Textur des Chromatins von noch unbekannten, zelltypspezifischen Faktoren beeinflusst zu sein. Die Analyse der Chromatinstruktur in normalen menschlichen Zelltypen und in Tumorzelllinien mit dem Objektzählprogramm OC-2 ergab allgemein erhöhte Objektzahlen in Tumorzellen, verglichen mit normalen Zelltypen. Davon unabhängig waren auch immer die genreichen HSA 19 durch höhere Objektzahlen charakterisiert als die etwas größeren genarmen HSA 18 in den selben Zell-typen. Vergleiche zwischen den Objektzahlen eines Chromosoms in normalen Zelltypen und Tumorzelllinien ergaben mehr Unterschiede, als Vergleiche nur innerhalb der normalen Zelltypen. Die hier untersuchten Tumorzelllinien weisen eine objektreichere Chromatinstruktur auf, als die ihnen gegenübergestellten normalen Zelltypen.

Die Organisation der DNA in Nukleosomen hat einen großen Einfluss auf die Regulation von grundliegenden Prozessen wie Transkription, Replikation oder Reparatur der DNA im Zellkern. Um die hinderliche Natur des Chromatins bei diesen fundamentalen Prozessen zu überwinden, existieren mehrere verschiedene Chromatin modifizierende Proteinkomplexe im Zellkern. Chromatin Remodelling Komplexe nützen die Energie der ATP-Hydrolyse um die Position der Nukleosomen so zu verändern, dass verschiedene Abschnitte der DNA für die Interaktion mit regulierenden Faktoren zugänglich werden. Ein Klasse solcher Remodelling Faktoren beinhalten die ATPase ISWI als katalytische Untereinheit. Das Protein wurde zuerst in Drosophila entdeckt und die drei verschiedenen ISWI enthaltenden Komplexe, nämlich NURF, ACF und CHRAC, wurden ausführlich in diesem Modellorganismus untersucht. Homolog zur Fruchtfliege existieren sehr ähnliche Protein Komplexe beim Menschen. Wir haben das humane ISWI mit den Isoformen Snf2h und Snf2L im Prostatakarzinom untersucht. In einem Tissue Microarray wurden Gewebeproben mit Hilfe von polyklonalen Antikörpern gegen ISWI gefärbt. Es folgte ein quantitativer Vergleich der Färbungsintensitäten im Karzinomgewebe sowie in gutartigem Gewebe der Prostata durch Anwendung von digitaler Bildanalyse. Das Ergebnis war eine signifikant stärkere Färbung im neoplastischen Gewebe. Eine Anreicherung von ISWI in Krebszellen ist besonders interessant im Kontext der bekannten Funktionen des Proteins für DNA-Replikation, Zellproliferation und Regulation der Chromatinstruktur. In einem zweiten Projekt sind wir zum Modell der Fruchtfliege zurückgekehrt und entwickelten monoklonale Antikörper gegen Toutatis, das zu einer Proteinfamilie gehört, die auch einige bekannte Interaktionspartner von ISWI umfasst. Die Proteine dieser Familie haben vermutlich eine regulatorische Funktion in den Remodelling Komplexen, denn am Beispiel von Acf1 wurde gezeigt, dass sie die nukleosomale Bindung sowie die Effizienz und Richtung der Mobilisierung von Nukleosomen modifizieren. Unsere Antikörper wurden etabliert, um Toutatis enthaltende Komplexe durch Western Blot Analyse von gereinigten Drosophila-Extrakten und Immunfluoreszenz zu charakterisieren. Mit diesen Methoden fanden wir eine Koelution von Toutatis mit der ATPase Brahma und dem Strukturprotein Spectrin alpha sowie eine Lokalisation in der Lamina des Zellkerns. Ein mögliches Zusammenspiel dieser Proteine in einem neuen Chromatin Remodelling Komplex mit einer Beteiligung an der DNA-Reparatur wird diskutiert.

Proteine leisten den entscheidenden Beitrag zur Struktur und Funktion der Zellen aller Lebewesen.Vieles spricht daher für eine Betrachtung des Proteoms oder einer Teilmenge davon (Subproteom), um den Zustand lebender Zellen zu beschreiben. Mit optimierten und neuen Methoden wurde das regulatorische Netzwerk, welches auf der Ebene der Trankription die Expression von Proteinen entscheidend mitbestimmt, genauer betrachtet. Hierzu wurden Zellfraktionierungsprotokolle optimiert, um die Proteine des Zellkerns und des Chromatins anzureichern und in nachfolgenden Analysen verwenden zu können. Es wurden Antikörper gegen verbreitete, funktional relevante Peptidmotive generiert. Aufbauend auf dem Konzept der Motivantikörper wurde eine Färbemethode für Zellkernproteine mit Kernlokalisationssignal entwickelt. Schließlich wurde mit den Methoden der Zellfraktionierung und spezifischeren Antikörpertechniken eine Analyse des humanen Mediator-Komplexes der RNA Polymerase II unternommen, die zur Entdeckung neuer Untereinheiten, potentiell interagierender Proteine und Phosphorylierungen im Komplex führte.